【產品名稱】禽傳染性喉氣管炎病毒(AiLTV)PCR試劑盒

【包裝規格】 50T/盒

【產品方法】實時熒光PCR法

【預期用途】

適用于檢測，可用于臨床禽傳染性喉氣管炎病毒(AiLTV)感染的輔助診斷，但不作確診使用。

禽傳染性喉氣管炎病毒(AiLTV)PCR試劑盒【檢驗原理】

本試劑盒采用 TaqMan 探針法實時熒光 PCR 技術，設計一對禽傳染性喉氣管炎病毒(AiLTV)特異性引物，結合一條特異性探針， 利用相應儀器對 PCR 過程進行實時監測，實現檢測結果的定性分析，用于臨床上對可疑感染者的病原 學診斷。

【主要組成成份】

反應液、酶液、陽性質控品、陰性質控品。

【儲存條件及有效期】

-20℃±5℃，避光保存、運輸、反復凍融次數不超過 5 次，有效期 12 個月。

【適用儀器】
ABI 、安捷倫 MX3000P/3005P、LightCycler、Bio-Rad、Eppendorf 等系列熒光定量 PCR 檢測儀。

【保存和運輸】 上述標本短期內可保存于-20℃，長期保存可置-70℃，但不能超過 6 個月，標本運送應采用 2~8℃冰袋運輸， 嚴禁反復凍融。

【使用方法】 

1 樣品處理（樣本處理區）

1.1樣本前處理 

血液、體液和棉拭子樣本取 100μL 于 1.5mL 滅菌離心管中。

1.2 核酸提取

推薦采用核酸提取或純化試劑（磁珠法或離心柱法）進行核酸提取， 請按照試劑說明書進行操作。

2. 試劑配制（試劑準備區） 

根據待檢測樣本總數，設所需要的 PCR 反應管管數為 N（N=樣本數+1 管陰性對照+1 管陽性對照；反應管 數每滿 10 份，多配制 1 份），每測試反應體系配制如下表：

3.加樣（樣本處理區） 

將步驟 1 提取的核酸、陽性質控品、陰性質控品各取 4μL，分別加入相應的反應管中，蓋好管蓋，混勻，短 暫離心。

4.PCR 擴增（核酸擴增區）

4.1將待檢測反應管置于熒光定量 PCR 儀反應槽內；

4.2設置好通道、樣品信息，反應體系設置為 25μL； 熒光通道選擇： 檢測通道（Reporter Dye）FAM， 淬滅通道（Quencher Dye）NONE，ABI 系列儀器請勿選擇 ROX 參比熒光，選擇 None 即可。

4.3推薦循環參數設置：

2.結果分析判定

2.1 結果分析條件設定 設置 Baseline 和 Threshold：一般直接按機器自動分析的結果分析，當曲線出現整體傾斜時，根據分析后圖像 調節 Baseline 的 start 值（一般可在 3~15 范圍內調節）、stop 值（一般可在 5~20 范圍內調節），以及 Threshold 的 Value 值（上下拖動閾值線至高于陰性對照），重新分析結果。

2.2 結果判斷 陽性：檢測通道 Ct 值≤35，且曲線有明顯的指數增長曲線； 可疑：檢測通道 35值≤38，建議重復檢測，如果檢測通道仍為 35值≤38，且曲線有明顯的增長曲線， 判定為陽性，否則為陰性； 陰性：樣本檢測結果 Ct 值>38 或無 Ct 值。

3.質控標準

 陰性質控品：Ct>38 或無 Ct 值顯示； 陽性質控品：擴增曲線有明顯指數生長期，且 Ct 值≤32； 以上條件應同時滿足，否則實驗視為無效。

4.檢測方法的局限性 

1.樣本檢測結果與樣本收集、處理、運送以及保存質量有關；

2.樣本提取過程中沒有控制好交叉污染，會出現假陽性結果；

3.陽性對照、擴增產物泄漏，會導致假陽性結果；

4.病原體在流行過程中基因突變、重組，會導致假陰性結果；

5.不同的提取方法存在提取效率差異，會導致假陰性結果；

6.試劑運輸，保存不當或試劑配制不準確引起的試劑檢測效能下降，出現假陰性或定量檢測不準確的結果；
7.本檢測結果僅供參考，如須確診請結合臨床癥狀以及其他檢測手段。

【注意事項】

1.所有操作嚴格按照說明書進行；

2.試劑盒內各種組分使用前應自然融化，完quan混勻并短暫離心；

3.反應液應避光保存；

4.反應中盡量避免氣泡存在，管蓋需蓋緊；

5.使用一次性吸頭、一次性手套和各區專用工作服；

6.樣本處理、試劑配制、加樣需在不同區進行，以免交叉污染；

7.實驗完畢后用 10%次氯酸或 75%酒精或紫外燈處理工作臺和移液器；

8.試劑盒里所有物品應視為污染物對待，并按照《微生物生物醫學實驗室生物安全通則》進行處理。
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